Измерители оптической мощности fhp

Основные моменты

• Разработка диагностического теста на вирус Зика с низким потреблением ресурсов.

• Быстрый одноэтапный протокол обработки образца с инактивацией вируса Зика за 5 минут.

• Формат теста, использующий изотермическое усиление с последующим боковым потоковым обнаружением.

• Обнаружение высоковирулентного ZIKV MR766 менее чем за 30 минут.

• Быстрый тест на вирус Зика в 4 раза быстрее, чем RT-qPCR.

Вступление

Вирус Зика (ZIKV), член семейства Flaviviridae, был впервые выделен в 1947 году из сыворотки резусовой обезьяны в Уганде (Dick et al., 1952). В 2007 году было зафиксировано заболевание на острове Яп (Hayes, 2009), что привело к первому случаю передачи ZIKV за пределами Африки и Азии. Впоследствии были зафиксированы вспышки ZIKV в нескольких местах, включая Французскую Полинезию (Roth et al., 2014), Папуа-Новую Гвинею (Chang et al., 2016), Новую Каледонию (Dupont-Rouzeyrol et al., 2015) и Бразилию (Wen et al., 2017). Простирающийся почти на все семь континентов, ZIKV остается приоритетным заболеванием по оценке Всемирной организации здравоохранения (WHO) (TwistDx™, 2023b). Хотя в основном передается через комаров (Aedes albopictus и aegypti) (Azar and Weaver, 2019), также были зафиксированы случаи передачи через кровь и половую передачу (Gregory et al., 2017). Исторически передача ZIKV наблюдалась в основном в отдаленных развивающихся странах (Paixão et al., 2016). Однако в 2019 году были зафиксированы первые случаи местной передачи ZIKV на южной части Европы (Brady and Hay, 2019), инициируя распространение ZIKV в развитых странах. Большинство инфекций ZIKV проявляются в виде легких симптомов, похожих на грипп (Mumtaz et al., 2016). В тяжелых случаях были зафиксированы осложнения вроде барре-синдрома (Hendel-Paterson et al., 2016) и тяжелой тромбоцитопении (Sharp et al., 2016). Механизмы инфекции ZIKV также позволяют кросс-плацентарную инфекцию, что приводит к микроцефалии у развивающихся детей (Wen et al., 2017).

Без утвержденной вакцины или терапии (Da Silva et al., 2018), быстрая и точная диагностика вируса Зика является важным компонентом для прогнозирования и контроля потенциальных вспышек (Heukelbach et al., 2016). Большинство лиц с положительным результатом на вирус Зика, включая беременных женщин, также являются асимптоматическими (Paixao et al., 2018). Отсроченная диагностика у беременных женщин вызывает особую озабоченность из-за врожденных аномалий. Существующие стратегии выявления и диагностики вируса Зика используют как тесты амплификации нуклеиновых кислот (NAATs) (Gourinat et al., 2015), так и техники на основе обнаружения антител (Kadkhoda et al., 2017). Из-за антигенной кросс-реактивности между антигенами вируса Зика и другими флавивирусами (Stettler et al., 2016), тесты на основе серологии, такие как ферментно-связанное иммуносорбентное анализ (ELISA), менее предпочтительны. Обратно-транскрипционная квантитативная полимеразная цепная реакция (RT-qPCR) по-прежнему остается золотым стандартом для обнаружения и диагностики арбовирусов (Dong et al., 2012). Хотя эти тесты точны и чувствительны, их недостатком является необходимость специализированного оборудования и обученного персонала, что ограничивает проведение этих тестов в централизованных лабораториях.

Платформа для диагностики, позволяющая обнаруживать вирусы на месте (POC) без необходимости высококвалифицированного персонала или специализированного оборудования, имеет положительные свойства как для клинической диагностики, так и для мониторинга не только вируса Зика, но и арбовирусов в целом (Ahmed et al., 2022). Изотермические NAAT адресуют все эти проблемы и рассматриваются как потенциальные альтернативы RT-qPCR для вирусов, таких как Зика (Cheikh Tidiane Diagne et al., 2020). В последние годы инновации и распространение различных изотермических амплификационных тестов значительно продвинулись в области быстрой диагностики (Xue et al., 2020). Амплификация с участием рекомбиназы (RAA) (Jiangsu Qitian Gene Biotechnology Co., Ltd, 2023) является многообещающей изотермической техникой, которая использует аналогичные молекулярные механизмы, как Рекомбиназная полимеразная амплификация (RPA) (TwistDx™, 2023a). Для РНК-вирусов, таких как вирус Зика, к реакции RAA добавляется фермент обратной транскрипции. Сравнимо с RT-qPCR, обратная транскрипция-амплификация с участием рекомбиназы (RT-RAA) показала себя как быстрая (Xue et al., 2020) и клинически чувствительная (Wang et al., 2020). Однако использование NAAT для низкоресурсной диагностики болезни затрудняется отсутствием техник, дружественных к полевым условиям, вместо этого требуется очистка РНК с использованием магнитных бисеров или лабораторных технологий на основе столбцов (Pollak et al., 2022).

Здесь мы описываем быстрый изотермический диагностический тест для выявления вируса Зика (Iso-ZIKV-Dx). Наш формат теста объединяет уникальный реагент для подготовки образца с низкими ресурсами с усилением RT-RAA и латеральной течью детекции (LFD), чтобы обеспечить обнаружение вируса Зика в моче менее чем за 30 мин без необходимости дорогого или продвинутого оборудования. Таким образом, наш Iso-ZIKV-Dx обладает многообещающими диагностическими возможностями, подходящими для условий с ограниченными ресурсами.

Материалы и методы

Плазмиды (pBIC-A), содержащие участки фрагмента гена оболочки (E) вируса Зика (OM964568.1, 901–2,412 нт) и фрагмента гена 1 безструктурного (NS1) (MW015936, 249–3,545 нт) вируса Зика, были получены из Bioneer Pacific Pty Ltd., Виктория, Австралия. Вектор плазмиды pBIC-A-NS1 и E гена был трансформирован в E. coli. Одну колонию E. coli, содержащую плазмиду pBIC-A-NS1, посеяли на LB бульонной агар, дополненный ампициллином 100 мкг/мл, и инкубировали при 37°C. Выросший клон E. coli с плазмидой pBIC-A-NS1 выращивали в жидком LB бульоне с добавлением ампициллина 100 мкг/мл для изоляции плазмиды с использованием набора NucleoBond Xtra Midi (Macherey-Nagel, Германия). Витро транскрипция (Ambion, Остин, США) использовалась для получения рибонуклеиновой кислоты из плазмиды pBIC-A-NS1. XhoI был выбранным ферментом ограничения для расщепления линеаризованной плазмиды перед витро транскрипцией. Транскрибированную РНК из плазмиды pBIC-A-NS1 количественно определяли с помощью набора Quibit RNA Hs. С использованием программного обеспечения вычисляли приблизительное численное количество копий РНК/мкл из извлеченной РНК. Транскрипты РНК затем хранили при температуре -80°C как рабочие запасы и использовали в качестве эталонных РНК стандартов для квантитативной ПЦР в реальном времени.

Проектирование праймеров и зондов RAA

Всего 967 генов ZIKV NS1, полученных из базы данных NCBI, представляющих как африканские, так и азиатские штаммы, были выровнены с использованием Geneious Prime (версия 2023.0.4) (Kearse и др., 2012). Первое филогенетическое дерево было создано для выделения только уникальных последовательностей генов ZIKV NS1. Всего было выделено 105 уникальных последовательностей, которые затем импортировали в Geneious Prime для повторного выравнивания с использованием MAFFT (Nakamura и др., 2018). Для оценки диапазона целевых последовательностей ZIKV для праймеров и зондов было построено максимально правдоподобное филогенетическое дерево с использованием IQTREE2 (Minh и др., 2020), с 10 000 бутстрепными репликатами и функцией TEST. Была создана консенсусная последовательность всех уникальных последовательностей генов ZIKV NS1 с использованием BioEdit 7.2. Применяя самую консервативную область гена NS1 в консенсусной последовательности, разработали праймеры и зонды. Проектирование праймеров и зондов дополнительно оценивали (димеры праймеров, вторичные структуры и содержание GC) с помощью олигооценщика (Sigma-Aldrich Co. LLC, 2014). Все праймеры и зонды прошли биоинформатическую оценку, чтобы исключить неспецифическое образование вторичных структур для других последовательностей NS1 флавивирусов. Пробиотики и праймеры (Таблица 1) синтезировались (Bioneer Pacific Pty Ltd., Виктория, Австралия) и очищались через PAGE и Ж/Ж, соответственно.

Фигура 1. Филогенетическое дерево из 105 уникальных последовательностей гена NS1 вируса Зика. Филогенетические связи среди 105 последовательностей гена NS1 вируса Зика. Последовательности гена NS1 вируса Зика обозначены своим соответствующим номером доступа к базе данных GenBank/штамм/страна происхождения, причем текст окрашен в соответствии с континентом их изоляции. Максимально правдоподобные филогенетические деревья методом максимального правдоподобия, укорененные в центре, были построены с использованием IQTREE2, который автоматически интегрирует наиболее подходящую модель замещения нуклеотидов (TN + F + G4). Шкала показывает количество замен нуклеотидов на сайт. Значения бутстрэпа выше 80% отображаются рядом с узлом каждого клада и окрашиваются в соответствии с легендой к рисунку.

Таблица 1. Праймеры и последовательности проб для быстрого тестирования Iso-ZIKV-Dx.

Тест Iso-ZIKV-Dx

Культура ZIKV MR766 была добавлена в образцы мочи и среды RPMI в соотношении 1:1 с реагентом TNA-Cifer E (BioCifer, Auchenflower, Австралия) при комнатной температуре в течение 5 минут. Образцы мочи и среды RPMI были разведены в 1:5 в дегазированной воде.

Усиление RT-RAA

Аналитическое тестирование чувствительности для тестов Iso-ZIKV-Dx проводилось с использованием 10-кратного последовательного разведения очищенных синтетических РНК-транскриптов, кодирующих фрагменты генов E и NS1 вируса Зика. Аналитическая специфичность тестирования использовала очищенную РНК различных штаммов вирусов (Таблица 2). Синтетический транскрипт РНК ZIKV (1 × 106 копий/мкл) использовался в качестве положительного контроля для валидации специфичности.

Таблица 2. Штаммы вирусов, использованные в данном исследовании.

Моделирование зараженной мочей

Культура ZIKV с концентрацией 3.56 × 108 TCID50/мл была добавлена в искусственную урину среды Pickering Laboratories #1700-0018 для выращивания урологических патогенов (Walker Scientific Pty Ltd., Joondalup DC, Австралия).

Вирусы и клеточные культуры

Все использованные в этом исследовании вирусные штаммы перечислены в Таблице 2. За исключением ZIKV, все вирусы были получены из лаборатории Хобсона-Петерса (Университет Квинсленда, Сент-Люсия, Квинсленд) и выращивались в высоких титрах, как описано ранее (Хобсон-Петерс и др., 2013).

Клетки личинок Aedes albopictus C6/36 (ATCC-CRL-1660™) были получены из ATCC. Культуры клеток выращивались в среде Gibco (США) 1640 RPMI, дополненной 5% Сыворотки плазмы теленка (FBS), 2 мМ L-глутамина, Gibco (США) 1x Антибиотик/Антимикотик при 28°C в инкубаторе с 5% С02 до приблизительно 80% конфлюэнтности (Поллак и др., 2023 г.).

Инфекция ZIKV и определение титра

Культура ZIKV MR766 (доступ MK105975) была использована для инфицирования клеток C6/36 при кратности инфекции (MOI) 0.01 в течение 5 и 7 дней соответственно (Поллак и др., 2023 г.). Культуральная среда вирусов собиралась после центрифугирования при 4°C в течение 10 мин при 130 × g, затем хранилась при -80°C.

Определение титра ZIKV проводилось с помощью стандартных анализов TCID50 и ELISA с фиксацией клеток, используя клетки C6/36 в 96-луночной пластине, как описано ранее (Поллак и др., 2023 г.). Титры были рассчитаны с использованием метода Рида и Мюнча (Рид и Мюнч, 1938).

Тестирование инактивации ZIKV

ZIKV inactivation testing was performed using ZIKV culture (3.56 × 108 TCID50/ml) mixed with TNA-Cifer Reagent E (TCE; BioCifer, Auchenflower, AUS) at different ratios (1:1 and 2:1, ZIKV culture to TCE) and incubated from 0 min up to 10 min. Titre was determined as previously described (Pollak et al., 2023b).

RNA purification

For a ZIKV RT-qPCR comparative, TaqMan™ Fast Virus 1-Step Master Mix (Thermo Fisher Pty Ltd., Victoria, AUS) was used in conjunction with primers and probes previously described (de Moraes et al., 2018). Parameters for RT-qPCR were implemented as per manufacturer’s instructions.

Results

In designing our primers and probes, we performed stringent bioinformatic analysis to ensure our primers and probes target as many strains and isolates of ZIKV from all existing lineages as possible. We mapped out all known ZIKV sequences from NCBI covering both Asian and African lineages of ZIKV and constructed a phylogenetic tree using the most unique 105 sequences (Figure 1).

Analytical sensitivity

In developing a rapid, low-resource reliant diagnostic for ZIKV, we strategically designed RT-RAA primers and probes to target a highly conserved region of the NS1 gene. To test analytical sensitivity, serial dilutions of RNA transcripts were assessed. Our RT-RAA tests exhibited a limit of detection (LOD) of 500 RNA copies/μL (Figure 2).

Figure 2. Analytical sensitivity of Iso-ZIKV-Dx using synthetic RNA transcripts. Sensitivity tests used 10-fold serially diluted synthetic ZIKV RNA. Scanned images of lateral flow strips with two lines (control and test) indicating positive detection of ZIKV and one being negative; no template control (NTC) consisted of nuclease free H2O in place of RNA (left). Normalised pixel density (black shifted) contrasted with the white space on lateral flow strips (middle). Number of positive samples detected over number of samples tested along with calculated percentage accuracy of positive results for each dilution series (right).

Analytical specificity

The analytical specificity of Iso-ZIKV-Dx was assessed against RNA from eight common flaviviruses that co-circulate with ZIKV (Table 2). Alphavirus chikungunya virus (CHIKV) (Table 2) was also included due to its common co-circulation with ZIKV. Our results showed that none of the common co-circulating viruses were detected using Iso-ZIKV-Dx (Figure 3). In addition, bioinformatic analysis of different ZIKA isolates indicated that the designed primers and probes are homologous to all ZIKV strains (African and Asian lineages) (Supplementary Figure 1).

Figure 3. Analytical specificity of Iso-ZIKV-Dx using co-circulating flaviviruses and chikungunya virus. Specificity tests used synthetic RNA from ZIKV (PTC) and TRIzol extracted RNA from yellow fever virus (YFV), West NileKunjin virus (WNVKUN), Murray Valley Encephalitis virus (MVEV), Japanese Encephalitis virus (JEV), chikungunya virus (CHIKV), dengue 1, 2, 3 and 4 virus (DENV-1, 2, 3, and 4). Scanned images of lateral flow strips with two lines (control and test) indicating positive detection of ZIKV and one being negative; no template control (NTC) consisted of nuclease free H2O in place of RNA (left). Normalised pixel density (black shifted) contrasted with the white space on lateral flow strips (middle). Number of positive samples detected over number of samples tested along with calculated percentage accuracy of positive results (right).

Sample preparation inactivates ZIKV

A rapid diagnostic suitable for low-resource implementation requires a simple sample preparation procedure. Here we assessed the capacity of TNA-Cifer Reagent E (TCE) (BioCifer, Auchenflower, QLD, AUS) as a sample preparation reagent for rapid inactivation and sample preparation of ZIKV. Our results showed that ZIKV MR766 (3.56 × 108 TCID50/mL) was completely inactivated after 5 min when using a 1:1 ratio of sample to TCE, and 10 min when using a 2:1 ratio (Figure 4).

Figure 4. Inactivation of ZIKV (MR766) culture using TNA-Cifer Reagent E. Inactivation of 3.56 × 108 TCID50/mL ZIKV (MR766) culture using TNA-Cifer Reagent E (TCE) at 1:1 and 2:1 ratio (sample to TCE) incubated for 0, 0.5, 1, 2, 5, and 10 min at room temperature.

Detection of ZIKV in synthetic urine and RPMI medium

A key principle of our rapid Iso-ZIKV-Dx is operation in a manner that is not dependant on intricate resources or involve complex methodology. As such, the use of urine as a clinical matrix (Gourinat et al., 2015; Bonaldo et al., 2016; Lamb et al., 2016) eliminates the requirement for excessive sample collection procedures such as phlebotomy and/or serum and plasma extraction. Here we trialled synthetic urine and RPMI media spiked with MR766 ZIKV culture as the simulated clinical matrix for our rapid Iso-ZIKV-Dx. Using the same spiked samples, we performed our Iso-ZIKV-Dx test concurrently with virus isolation and TaqMan RT-qPCR for a comprehensive comparison. The rapid Iso-ZIKV-Dx test exhibited a LOD of 3.56 × 107 TCID50/mL of ZIKV in both synthetic urine (Figure 5) and RPMI media (Supplementary Figure 2). In RPMI culture media, this was quantified by TaqMan RT-qPCR to be equivalent to a Ct value of 35.91 and 449 copies/reaction. In urine, our LOD was quantified by TaqMan RT-qPCR to be equivalent to a Ct value of 37.71 and 34.28 copies/reaction.

Figure 5. Rapid Iso-ZIKV-Dx of simulatedurine samples spiked with ZIKV (MR766). (A) Workflow, equipment needed and time frame of Iso-ZIKV-Dx. (B) Sample processing conditions including sample to reagent ratio and processed sample dilution ratio. (C) Sample description and quantities (NTC, non-template control; PTC, positive template control, synthetic ZIKV RNA transcripts 106 copies/μl); NVC, no virus control, urine. Scanned lateral flow strips showing test and control bands observable by naked eye. Normalised pixel densities (black values) from the displayed lateral flow strips. (D) Comparative Ct values and copies/reaction quantified via TaqMan RT-qPCR. (E) Workflow, equipment and time frame involved in conventional ZIKV RT-qPCR diagnostic.

Discussion

Due to the lack of approved vaccines or specific therapeutics for ZIKV, rapid detection remains crucial in predicting and controlling potential outbreaks. ZIKV outbreaks often occur in rural and remote areas, making it necessary for ZIKV diagnostics to be suitable for use in resource-limited settings, whilst still meeting the requirement for sensitive and accurate detection of ZIKV infection. Isothermal NAAT techniques are a potential solution, especially when combined with safe and simple sample preparation methods, as they could be easily deployed in low-resource settings with minimal training requirements for healthcare workers. In this study, we evaluated a novel rapid ZIKV diagnostic (Iso-ZIKV-Dx) which combines a low-resource sample preparation, RT-RAA test, and LFD. We used a phylogenetically divergent and highly virulent strain (MR766) of ZIKV (Shao et al., 2017). In this study we demonstrated the analytical sensitivity of our RT-RAA test to be 500 copies/μL when using synthetic ZIKV RNA, and confirmed the test did not detect other co-circulating viruses. It should be noted that our synthetic ZIKV RNA generated from RNA transcripts of the NS1 gene whilst the co-circulating viruses consisted of total viral RNA. The rapid Iso-ZIKV-Dx detected 3.56 × 107 TCID50/mL, equivalent to 34.28 copies/reaction RT-qPCR in synthetic urine spiked with ZIKV MR766 and offers improved safety for low-resource testing as the virus is inactivated in the very first step of the procedure. The novel sample preparation reagent, TNA-Cifer Reagent E, has previously been shown to inactivate other pathogens, such as DENV (Calvert et al., 2017), Nipah virus (Rossini et al., 2017) and Hendra virus (Jiangsu Qitian Gene Biotechnology Co., Ltd, 2023), ensuring operator safety in the event of other potential pathogens within the clinical sample. Our data emphasises the benefits of our uncomplicated sample preparation protocol, which proved effective in detecting ZIKV in urine samples. It is noteworthy that ZIKV RNA is known to have limited stability at room temperature, making it challenging to detect within a specific time frame (Tan et al., 2017). Of note, a comparative analysis on current RT-qPCR tests for ZIKV reported discrepancies in detection sensitivity and specificity amongst Asian versus African lineages (de Moraes et al., 2018) with particular emphasis on the difficulty observed among African lineages specifically. Therefore, the primers and probes used in this study were strategically designed to target highly conserved regions of the NS1 gene among both ZIKV lineages as illustrated via our bioinformatic alignment analysis of the most unique NS1 gene sequences.

Due to manual steps in our assay, it should be acknowledged that screening of large-scale clinical samples would not occur as rapidly as standard RT-PCR assays. However, unlike RT-PCR, our rapid ZIKV test has been designed to be field deployable, requiring minimal resources and minimally trained staff. As a result, the time from sample preparation to diagnostic result is considerably faster than when compared to transportation and processing within central laboratory. Moreover, this particular attribute of our ZIKV test renders it a potential early warning screening tool in the face of a sudden outbreaks. A second potential challenge for our ZIKV test, and indeed many in-field nucleic acid amplification assays (Tang et al., 2016), is the risk of post amplification cross-contamination. A potential solution to this issue is the substitution of dTTP with dUTP in the amplification reactions. This approach has been shown to reduce cross-contamination in LAMP assays (Kil et al., 2015). However, to the authors knowledge, the feasibility of implementing such measure in recombinase-aided amplification assays has yet to be assessed. Therefore, a more feasible alternative is to utilise ‘U-Star’ disposable cartridges (TwistDx™, 2023b), which would reduce cross contamination occurrences by limiting external exposure of lateral flow strips to the environment.

Rapid detection of arboviruses such as ZIKV play a crucial role in limiting outbreaks that have already emerged or are currently on going. Additionally, surveillance and monitoring can serve to identify early signs of the pathogen and thereby prevent outbreaks through vector control. The study of vector competency and transovarial transmission of arboviruses such as ZIKV thus remain a particular area of focus. Due to factors such as climate change and increased urbanisation (Li et al., 2017) vector competency continues to broaden, further implicating the emergence of novel and existing viruses. A tool with in-field capabilities that provides robust and rapid results could be highly beneficial in epidemiology for monitoring ZIKV. To that end, further studies are warranted to determine if our Iso-ZIKV-Dx is compatible for detection of virus in mosquitoes, as was similarly performed for the TNA-Cifer Reagent E combined with RPA-LFD for detection of dengue virus in Aedes aegpytii mosquitoes. This would allow our Iso-ZIKV-Dx test to be extended beyond diagnostics alone, in potentially offering strategies toward aiding in surveillance and monitoring of viral vectors (Pollak et al., 2023b) and possibly reservoir hosts for arboviruses such as ZIKV.

Conclusion

In conclusion, we developed a rapid, isothermal test for ZIKV that only requires incubation at 39°C and produces a real-time result in 30 min. Pre-clinical evaluation suggests that our Iso-ZIKV-Dx could offer promising innovations for diagnostics in ZIKV endemic areas. We demonstrate that our ZIKV test was able to detect as low as 500 copies/μL of synthetic ZIKV RNA and also, does not detect any other co-circulating arbovirus. We successfully established a simple sample preparation procedure which demonstrated that we were able to completely inactivate one of the highest virulent strains of ZIKV (MR766, African lineage) in 5 min at room temperature, whilst at the same time, extracting sufficient quantities of viral RNA for detection. By combining our simple sample preparation procedure with RT-RAA and Lateral Flow Strip detection, we successfully developed a robust rapid isothermal ZIKV diagnostic. Our data illustrated that our ZIKV test operates five times faster than ‘gold standard’ RT-qPCR and exhibited a detection limit of 34 RNA copies/reaction in spiked synthetic urine. Furthermore, due to the simplistic nature of our ZIKV test, we surmise that the applications of our Iso-ZIKV-Dx extend beyond detection alone, and could potentially provide innovations toward surveillance and monitoring for ZIKV and arboviruses alike.

Data availability statement

The original contributions presented in the study are included in the article/Supplementary material, further inquiries can be directed to the corresponding authors.

Acknowledgments

We wish to thank BioCifer Pty Ltd. for generously providing TNA-Cifer Reagent E and Reverse Transcriptase used to develop the ZIKV diagnostic test. We also wish to thank Vasilli Kasimov (Centre for Bioinnovation, University of the Sunshine Coast) for assisting in the bioinformatic analysis and formulation of the phylogenetic tree for our primer and probe design.

Conflict of interest

RB reports supplies were provided by BioCifer Pty Ltd. JM reports financial support was provided by Bill and Melinda Gates Foundation. JM reports a relationship with BioCifer Pty Ltd. that includes: board membership and equity or stocks.

The remaining authors declare that the research was conducted in the absence of any commercial or financial relationships that could be construed as a potential conflict of interest.

Publisher’s note

All claims expressed in this article are solely those of the authors and do not necessarily represent those of their affiliated organizations, or those of the publisher, the editors and the reviewers. Any product that may be evaluated in this article, or claim that may be made by its manufacturer, is not guaranteed or endorsed by the publisher.

Supplementary material

The Supplementary material for this article can be found online at: https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fmicb.2023.1214148/full#supplementary-material

References

Ahmed, M., Nath, N. S., Hugo, L. E., Devine, G. J., Macdonald, J., and Pollak, N. M. (2022). Rapid detection of kdr mutation F1534C in Aedes aegypti using recombinase polymerase amplification and lateral flow dipsticks. Pestic. Biochem. Physiol. 187:105209. doi: 10.1016/j.pestbp.2022.105209

Bonaldo, M. C., Ribeiro, I. P., Lima, N. S., dos Santos, A. A. C., Menezes, L. S. R., da Cruz, S. O. D., et al. (2016). Isolation of infective Zika virus from urine and saliva of patients in Brazil. PLoS Negl. Trop. Dis. 10:e0004816. doi: 10.1371/journal.pntd.0004816

Calvert, A. E., Biggerstaff, B. J., Tanner, N. A., Lauterbach, M., and Lanciotti, R. S. (2017). Rapid colorimetric detection of Zika virus from serum and urine specimens by reverse transcription loop-mediated isothermal amplification (RT-LAMP). PLoS One 12:e0185340. doi: 10.1371/journal.pone.0185340

Castro, T., Sabalza, M., Barber, C., Abrams, W., da Costa, A. C., de Pádua Milagres, F. A., et al. (2018). Rapid diagnosis of Zika virus through saliva and urine by loop-mediated isothermal amplification (LAMP). J. Oral Microbiol. 10:1510712. doi: 10.1080/20002297.2018.1510712

Cheikh Tidiane Diagne, M. F., Lopez-Jimena, B., El Wahed, A. A., Loucoubar, C., Fall, C., Mencatelli, G., et al. (2020). Comparative analysis of Zika virus detection by RT-qPCR, RT-LAMP, and RT-RPA, in methods in molecular biology. Methods Mol. Biol. 2142, 165–179. doi: 10.1007/978-1-0716-0581-3_14

de Moraes, F. M., Espósito, D. L. A., Klein, T. M., and da Fonseca, B. A. L. (2018). Searching for the best real-time RT-PCRs to detect Zika virus infections: the importance of comparing several protocols. Braz. J. Med. Biol. Res. 51:e7221. doi: 10.1590/1414-431×20187221

Dick, G. W. A., Kitchen, S. F., and Haddow, A. J. (1952). Zika virus (I). Isolations and serological specificity. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 46, 509–520. doi: 10.1016/0035-9203(52)90042-4

Dong, D., Fu, S. H., Wang, L. H., Lv, Z., Li, T. Y., and Liang, G. D. (2012). Simultaneous detection of three arboviruses using a triplex RT-PCR enzyme hybridization assay. Virol. Sin. 27, 179–186. doi: 10.1007/s12250-012-3246-9

Dupont-Rouzeyrol, M., O’Connor, O., Calvez, E., Daurès, M., John, M., Grangeon, J. P., et al. (2015). Co-infection with Zika and dengue viruses in 2 patients, New Caledonia, 2014. Emerg. Infect. Dis. 21, 381–382. doi: 10.3201/eid2102.141553

Gourinat, A. C., O’Connor, O., Calvez, E., Goarant, C., and Dupont-Rouzeyrol, M. (2015). Detection of Zika virus in urine. Emerg. Infect. Dis. 21, 84–86. doi: 10.3201/eid2101.140894

Gregory, C. J., Oduyebo, T., Brault, A. C., Brooks, J. T., Chung, K. W., Hills, S., et al. (2017). Modes of transmission of Zika virus. J. Infect. Dis. 216, S875–S883. doi: 10.1093/infdis/jix396

Hendel-Paterson, B., Anderson, K., Fabrizius, R. G., Walker, P. F., Maalim, S., and Kaiser, R. M. (2016). Guillain-Barré syndrome associated with Zika virus infection in a traveler returning from Guyana. Am J Trop Med Hyg 95, 1161–1165. doi: 10.4269/ajtmh.16-0397

Heukelbach, J., Alencar, C. H., Kelvin, A. A., de Oliveira, W. K., and Pamplona de Góes Cavalcanti, L. (2016). Zika virus outbreak in Brazil. J. Infect. Dev. Ctries. 10, 116–120. doi: 10.3855/jidc.8217

Hobson-Peters, J., Yam, A. W. Y., Lu, J. W. F., Setoh, Y. X., May, F. J., Kurucz, N., et al. (2013). A new insect-specific flavivirus from northern Australia suppresses replication of West Nile virus and Murray Valley encephalitis virus in co-infected mosquito cells. PLoS One 8:e56534. doi: 10.1371/journal.pone.0056534

Kadkhoda, K., Gretchen, A., and Racano, A. (2017). Evaluation of a commercially available Zika virus IgM ELISA: specificity in focus. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 88, 233–235. doi: 10.1016/j.diagmicrobio.2017.04.002

Kearse, M., Moir, R., Wilson, A., Stones-Havas, S., Cheung, M., Sturrock, S., et al. (2012). Geneious basic: an integrated and extendable desktop software platform for the organization and analysis of sequence data. Bioinformatics 28, 1647–1649. doi: 10.1093/bioinformatics/bts199

Kil, E. J., Kim, S., Lee, Y. J., Kang, E. H., Lee, M., Cho, S. H., et al. (2015). Advanced loop-mediated isothermal amplification method for sensitive and specific detection of tomato chlorosis virus using a uracil DNA glycosylase to control carry-over contamination. J. Virol. Methods 213, 68–74. doi: 10.1016/j.jviromet.2014.10.020

Lamb, L. E., Bartolone, S. N., Kutluay, S. B., Robledo, D., Porras, A., Plata, M., et al. (2016). Advantage of urine based molecular diagnosis of Zika virus. Int. Urol. Nephrol. 48, 1961–1966. doi: 10.1007/s11255-016-1406-9

Land, K. J., Boeras, D. I., Chen, X. S., Ramsay, A. R., and Peeling, R. W. (2019). REASSURED diagnostics to inform disease control strategies, strengthen health systems and improve patient outcomes. Nat. Microbiol. 4, 46–54. doi: 10.1038/s41564-018-0295-3

Li, C.-X., Guo, X. X., Deng, Y. Q., Xing, D., Sun, A. J., Liu, Q. M., et al. (2017). Vector competence and transovarial transmission of two Aedes aegypti strains to Zika virus. Emerg. Microbes Infect. 6, 1–7. doi: 10.1038/emi.2017.8

Li, J., Macdonald, J., and von Stetten, F. (2020). Correction: review: a comprehensive summary of a decade development of the recombinase polymerase amplification. Analyst 145, 1950–1960. doi: 10.1039/C9AN90127B

Li, J., Pollak, N. M., and Macdonald, J. J. A. O. (2019). Multiplex detection of nucleic acids using recombinase polymerase amplification and a molecular colorimetric 7-segment display 4, 11388–11396. doi: 10.1021/acsomega.9b01097,

Minh, B. Q., Schmidt, H. A., Chernomor, O., Schrempf, D., Woodhams, M. D., von Haeseler, A., et al. (2020). IQ-TREE 2: new models and efficient methods for phylogenetic inference in the genomic era. Mol. Biol. Evol. 37, 1530–1534. doi: 10.1093/molbev/msaa015

Mumtaz, N., van Kampen, J. J. A., Reusken, C. B. E. M., Boucher, C. A. B., and Koopmans, M. P. G. (2016). Zika virus: where is the treatment? Curr. Treat. Options Infect. Dis. 8, 208–211. doi: 10.1007/s40506-016-0083-7

Nakamura, T., Yamada, K. D., Tomii, K., and Katoh, K. (2018). Parallelization of MAFFT for large-scale multiple sequence alignments. Bioinformatics 34, 2490–2492. doi: 10.1093/bioinformatics/bty121

Paixão, E. S., Barreto, F., da Glória Teixeira, M., da Conceição N. Costa, M., and Rodrigues, L. C. (2016). History, epidemiology, and clinical manifestations of Zika: a systematic review. Am. J. Public Health 106, 606–612. doi: 10.2105/AJPH.2016.303112

Paixao, E. S., Leong, W. Y., Rodrigues, L. C., and Wilder-Smith, A. (2018). Asymptomatic prenatal Zika virus infection and congenital Zika syndrome. Open Forum Infect. Dis. 5:ofy073. doi: 10.1093/ofid/ofy073

Pessôa, R., Patriota, J. V., Lourdes de Souza, M., Felix, A. C., Mamede, N., and Sanabani, S. S. (2016). Investigation into an outbreak of dengue-like illness in Pernambuco, Brazil, revealed a Cocirculation of Zika, chikungunya, and dengue virus type 1. Medicine 95, –e3201. doi: 10.1097/MD.0000000000003201

Pollak, N. M., Fais, O., Kristoffersen, J., Phuthaworn, C., Knibb, W., and Macdonald, J. (2022). Rapid sample preparation and low-resource molecular detection of hepatopancreatic parvoviruses (HPV) by recombinase polymerase amplification lateral flow detection assay in shrimps (Fenneropenaeus merguiensis). PLoS One 17:e0276164. doi: 10.1371/journal.pone.0276164

Pollak, N. M., Marsh, G. A., Olsson, M., McMillan, D., and Macdonald, J. (2023a). Rapid, sensitive, and specific, low-resource molecular detection of Hendra virus. One Health 16:100504. doi: 10.1016/j.onehlt.2023.100504

Pollak, N. M., Olsson, M., Ahmed, M., Tan, J., Lim, G., Setoh, Y. X., et al. (2023b). Rapid diagnostic tests for the detection of the four dengue virus serotypes in clinically relevant matrices. Microbiol. Spectr. 11:e0279622. doi: 10.1128/spectrum.02796-22

Pollak, N. M., Olsson, M., Marsh, G. A., Macdonald, J., McMillan, D., et al. (2023c). Evaluation of three rapid low-resource molecular tests for Nipah virus. Front. Microbiol. 13:1101914. doi: 10.3389/fmicb.2022.1101914

Rames, E. K., and Macdonald, J. (2019). Rapid assessment of viral water quality using a novel recombinase polymerase amplification test for human adenovirus. Appl. Microbiol. Biotechnol. 103, 8115–8125. doi: 10.1007/s00253-019-10077-w

Reed, L. J., and Muench, H. J. A. J. O. E. (1938). A simple method of estimating fifty per cent endpoints 27, 493–497. doi: 10.1093/oxfordjournals.aje.a118408,

Rossini, G., Gaibani, P., Vocale, C., Cagarelli, R., and Landini, M. P. (2017). Comparison of Zika virus (ZIKV) RNA detection in plasma, whole blood and urine – case series of travel-associated ZIKV infection imported to Italy, 2016. J. Infect. 75, 242–245. doi: 10.1016/j.jinf.2017.05.021

Roth, A., Mercier, A., Lepers, C., Hoy, D., Duituturaga, S., Benyon, E., et al. (2014). Concurrent outbreaks of dengue, chikungunya and Zika virus infections – an unprecedented epidemic wave of mosquito-borne viruses in the Pacific 2012–2014. Eur. Secur. 19:20929. doi: 10.2807/1560-7917.ES2014.19.41.20929

Shao, Q., Herrlinger, S., Zhu, Y. N., Yang, M., Goodfellow, F., Stice, S. L., et al. (2017). The African Zika virus MR-766 is more virulent and causes more severe brain damage than current Asian lineage and dengue virus. Development 144, 4114–4124. doi: 10.1242/dev.156752

Sharp, T. M., Muñoz-Jordán, J., Perez-Padilla, J., Bello-Pagán, M. I., Rivera, A., Pastula, D. M., et al. (2016). Zika virus infection associated with severe thrombocytopenia. Clin. Infect. Dis. 63, 1198–1201. doi: 10.1093/cid/ciw476

Stettler, K., Beltramello, M., Espinosa, D. A., Graham, V., Cassotta, A., Bianchi, S., et al. (2016). Specificity, cross-reactivity, and function of antibodies elicited by Zika virus infection 353, 823–826. doi: 10.1126/science.aaf8505,

Tan, S. K., Sahoo, M. K., Milligan, S. B., Taylor, N., and Pinsky, B. A. (2017). Stability of Zika virus in urine: specimen processing considerations and implications for the detection of RNA targets in urine. J. Virol. Methods 248, 66–70. doi: 10.1016/j.jviromet.2017.04.018

Tang, Y., Chen, H., and Diao, Y. (2016). Advanced uracil DNA glycosylase-supplemented real-time reverse transcription loop-mediated isothermal amplification (UDG-rRT-LAMP) method for universal and specific detection of Tembusu virus. Sci. Rep. 6:27605. doi: 10.1038/srep27605

Wang, Y., Cui, Y., Yu, Z., Li, Y., Bai, C., Sun, P., et al. (2020). Development of a recombinase-aided amplification assay for detection of orf virus. J. Virol. Methods 280:113861. doi: 10.1016/j.jviromet.2020.113861

Xue, G., Li, S., Zhang, W., du, B., Cui, J., Yan, C., et al. (2020). Reverse-transcription recombinase-aided amplification assay for rapid detection of the 2019 novel coronavirus (SARS-CoV-2). Anal. Chem. 92, 9699–9705. doi: 10.1021/acs.analchem.0c01032

талонная дозиметрическая установка гамма-излучения предназначена для воспроизведения и передачи единиц кермы в воздухе, экспозиционной дозы, амбиентного, индивидуального эквивалентов дозы и их мощностей гамма-излучения рабочим эталонам и средствам измерений при поверке, калибровке и испытаниях.

137Cs: 9,6·1013 Бк (2600 Ки)60Cо: 7,2·109 Бк (0,2 Ки)241Am: 1,6·1010 Бк (0,4 Ки)

– мощность кермы в воздухе- мощность экспозиционной дозы- мощность амбиентного (индивидуального)0,36 мкГр/ч – 48,6 Гр/ч40 мкР/ч – 5540 Р/ч0,42 мкЗв/ч – 58 Зв/ч

погрешность при аттестации в качестверабочего эталона 1-го разряда (2-го разряда)

Filter by

Ci sono 2412 prodotti.

Sotto-categorie

Boston AT-130 Adattatore boston at-130 adattatore

CONSEGNA 3-10 GIORNI, DISPONIBILE

Boston AT-220 Adattatore

Boston AT-220 Adattatore boston at-220 adattatore

Boston AT-128 Adattatore

Boston AT-128 Adattatore boston at-128 adattatore

Boston AT-190 Adattatore

Boston AT-190 Adattatore boston at-190 adattatore

Boston AT-210 Adattatore

Boston AT-210 Adattatore boston at-210 adattatore

Boston AT-155 Adattatore

Boston AT-155 Adattatore boston at-155 adattatore

Boston AT-175 Adattatore

Boston AT-175 Adattatore boston at-175 adattatore

Boston AT-180 Adattatore

Boston AT-180 Adattatore boston at-180 adattatore

Boston AT-225 Adattatore

Boston AT-225 Adattatore boston at-225 adattatore

Boston AT-135 Adattatore

Boston AT-135 Adattatore boston at-135 adattatore

Boston AT-140 Adattatore

Boston AT-140 Adattatore boston at-140 adattatore

FBT FBT M322

FBT FBT M322 fbt fbt m322

CONTATTACI PER LA DISPONIBILITA’

Boston AT-216 Adattatore

Boston AT-216 Adattatore boston at-216 adattatore

Boston AT-148 Adattatore

Boston AT-148 Adattatore boston at-148 adattatore

FBT FBT M222

FBT FBT M222 fbt fbt m222

FBT FBT S275

FBT FBT S275 fbt fbt s275

Showing 1 – 24 of 2412 items

Эталонная дозиметрическая установка гамма-излучения предназначена для воспроизведения и передачи единиц кермы в воздухе, экспозиционной дозы, амбиентного, индивидуального эквивалентов дозы и их мощностей гамма-излучения рабочим эталонам и средствам измерений при поверке, калибровке и испытаниях.

Железнодорожные мониторы предназначены для установки на пограничных и таможенных пунктах для предотвращения незаконного перемещения ядерных и радиоактивных материалов

Источники гамма-излучения,максимальная активность1,3·1012 Бк (35 Ки)

– мощность кермы в воздухе- мощность экспозиционной дозы0,25 мкГр/ч – 350 мГр/ч30 мкР/ч – 40 Р/ч0,30 мкЗв/ч – 420 мЗв/ч

Состав источников и формируемые диапазоны могут быть изменены по согласованию с заказчиком

Основная относительная погрешностьпри аттестации в качестве рабочегоэталона 1-го разряда (2-го разряда)

The ceremony took place on March 2nd in Paris, highlighted by the presence of jury members, finalists and winners but most importantly, as it was livestreamed, the gathering of many people all around the world to watch the awaited results.

It is the second time the Innovation Awards ceremony is held prior to JEC World, raising great enthusiasm and showing the composites community’s eagerness to get together, get inspired and build strong business connections.

SAVE THE DATEJEC World 2023 • Paris Nord Villepinte25-27 April 2023Discover all the finalists and winners on the Innovation Area, M93www.jec-world.events

JEC Composites Innovation Awards partner

Discover here the winners in each category.